一、引言

二、材料與方法

（一）實驗動物

（二）主要試劑與儀器

1. 試劑

• 含有目的基因的質粒（自行構建并鑒定）。

• 細胞培養液（DMEM 高糖培養基，添加 10% 胎牛血清、1% 青霉素 - 鏈霉素）。

• 麻醉劑。

• 電穿孔緩沖液（自行配制，含特定濃度的無機鹽和緩沖物質）。

2. 儀器

• 精密手術器械（顯微鑷、顯微剪等）。

• 電穿孔儀（具備可調節電壓、電容和脈沖時間等參數功能）。

• 細胞培養箱（可精確控制溫度、CO?濃度和濕度）。

（三）小鼠背根神經節取材

1. 麻醉小鼠

• 按照 50mg/kg 的劑量腹腔注射麻醉劑，待小鼠進入深度麻醉狀態（通過觀察小鼠對疼痛刺激無反應，如夾尾無掙扎等）。

2. 消毒與定位

• 將小鼠背部皮膚用 75% 酒精棉球消毒，然后將小鼠置于解剖臺上，俯臥位固定。依據小鼠的解剖結構，確定脊柱位置，標記出需要取材的背根神經節節段（通常為腰段）。

3. 手術操作

• 沿標記線用顯微剪小心剪開皮膚和肌肉組織，逐層分離，避免損傷周圍血管和神經。在顯微鏡下，清晰地暴露脊柱，輕輕去除椎骨周圍的結締組織，用精細的顯微鑷小心分離出背根神經節，盡量保持神經節的完整性及其周圍神經纖維的連接。

4. 神經節處理

• 將取下的背根神經節迅速轉移至預冷的細胞培養液中，清洗 2 - 3 次，以去除表面的血液和雜質，然后放置在冰上備用。

（四）電穿孔轉染實驗

1. 細胞準備

• 將清洗后的背根神經節轉移至電穿孔緩沖液中，輕輕吹打，使神經節細胞分散均勻。

2. 電穿孔參數設置與分組

• 設置多組電穿孔參數實驗，包括不同的電壓（如 100V、150V、200V 等）、電容（如 25μF、50μF、100μF 等）和脈沖時間（如 5ms、10ms、20ms 等）。將神經節細胞與含有目的基因的質粒混合均勻后，分別按照不同參數組合進行電穿孔轉染操作。

3. 轉染后培養

• 電穿孔轉染完成后，將細胞轉移至含有完整培養液的培養皿中，置于細胞培養箱中培養。在培養 24 小時、48 小時和 72 小時后，分別收集細胞，采用熒光定量 PCR 和 Western blot 技術檢測目的基因的表達情況，以評估轉染效率。

三、結果

（一）取材效果評估

（二）電穿孔轉染結果

1. 不同電壓對轉染效率的影響

• 在電容和脈沖時間固定的情況下，隨著電壓的升高，轉染效率呈現先上升后下降的趨勢。例如，當電容為 50μF、脈沖時間為 10ms 時，150V 電壓下轉染效率高，目的基因的表達量較 100V 時提高了約 50%，而 200V 時由于過高的電壓導致細胞損傷，轉染效率下降，目的基因表達量較 150V 時降低了約 40%。

2. 不同電容對轉染效率的影響

• 在電壓和脈沖時間恒定的條件下，電容的變化也對轉染效率有顯著影響。以電壓 150V、脈沖時間 10ms 為例，50μF 電容時轉染效率佳，較 25μF 時目的基因表達量提高了約 35%，而 100μF 時由于電容過大，引起細胞內環境過度變化，轉染效率略有下降，目的基因表達量較 50μF 時降低了約 20%。

3. 不同脈沖時間對轉染效率的影響

• 當電壓和電容固定時，脈沖時間的改變影響轉染效率。如電壓 150V、電容 50μF 時，10ms 脈沖時間下轉染效果好，目的基因表達量較 5ms 時提高了約 45%，但 20ms 脈沖時間過長，導致細胞應激反應增強，轉染效率下降，目的基因表達量較 10ms 時降低了約 30%。

四、討論